Resumen: La estasis linfática puede provocar edema y la acumulación de partículas, exudados, toxinas y bacterias en el líquido intersticial de los tejidos, lo que produce inflamación, alteración del tráfico de células inmunes, hipoxia tisular, fibrosis tisular y una variedad de enfermedades.
Anteriormente, demostramos que las técnicas de bombeo linfático osteopático (LPT) aumentaron significativamente el flujo linfático de los conductos torácico e intestinal. El propósito de este estudio fue determinar si LPT movilizaría mediadores inflamatorios a la circulación linfática. Bajo anestesia, se recogió la linfa torácica o intestinal de los perros en reposo (pre-LPT), durante cuatro minutos de LPT y durante 10 minutos después de LPT (post-LPT), y las concentraciones linfáticas de interleucina-2 (IL-2) , Se midieron IL-4, IL-6, IL-10, interferón, factor de necrosis tisular a, proteína quimiotáctica de monocitos-1 (MCP-1), quimioatrayente con queratinocitos, superóxido dismutasa (SOD) y nitrotirosina (NT). LPT aumentó significativamente las concentraciones de MCP-1 en la linfa del conducto torácico. Además, el LPT aumentó el flujo linfático de las citocinas y las quimiocinas del conducto torácico e intestinal en comparación con su respectivo flujo pre-LPT. Además, LPT aumentó el flujo linfático de SOD y NT. Diez minutos después de la interrupción de LPT, el flujo linfático torácico e intestinal de citocinas, quimiocinas, NT y SOD fueron similares a los previos a LPT, lo que demuestra que su flujo fue transitorio y una respuesta a LPT.
Esta redistribución de mediadores inflamatorios durante la LPT puede proporcionar una justificación científica para el uso clínico de la LPT para mejorar la inmunidad y tratar la infección.
Palabras clave: linfa, técnica de bombeo linfático, citocinas, quimiocinas, mediadores inflamatorios, linfa del conducto mesentérico, linfa del conducto torácico, infección, edema, sistema inmune, especies reactivas de nitrógeno, especies reactivas de oxígeno, inmunidad, medicina manipuladora osteopática
Biología Experimental y Medicina 2012; 237: 58-63. DOI: 10.1258 / ebm.2011.011220
Introducción
Los médicos osteopáticos han desarrollado manipulaciones osteopáticas conocidas colectivamente como técnicas de bombeo linfático (LPT, por sus siglas en inglés), que están diseñadas para mejorar el flujo linfático.
Desechos que se acumulan en el líquido intersticial tisular durante la infección o el edema.3 Clínicamente, se ha demostrado que LPT mejora los anticuerpos específicos de la vacuna, 4,5 y reduce la duración de la estancia hospitalaria y la duración del uso de antibióticos en pacientes ancianos con neumonía. infección y edema, se generan citoquinas inflamatorias, quimiocinas, especies reactivas de oxígeno (ROS), tales como superóxido dismutasa (SOD) y especies reactivas de nitrógeno (RNS), como nitrotirosina (NT). ), IL-4, IL-6, IL-8, necrosis factora tisular (TNFa), interferón (IFNg), la proteína monocitoquímica-1 (MCP-1) y el queratinocito-quimioatratante (KC) inducen la activación de los leucocitos, la migración y las respuestas inmunitarias mediadas por células a los patógenos, 7,8 cuando las citocinas inflamatorias de la IL-10, como la IL-10, limitan la inflamación mediante la supresión de las células inmunes mediadas por el sistema inmunológico. qué LPT afecta a los sistemas linfático e inmunitario2,9–12.
Anteriormente, informamos que LPT aumenta las concentraciones de leucocitos y la linfa del conducto torácico (TDL) y la linfa del conducto mesentérico (MDL) en perros y ratas2,10,11,13.
El propósito de este estudio fue determinar si LPT movilizaría mediadores inflamatorios a la circulación linfática7,8. Además, se midieron SOD y NT.
Los resultados de este estudio brindan apoyo para la aplicación clínica de LPT para mejorar la función del sistema inmune, y pueden explicar, en parte, un mecanismo por el cual LPT protege contra la infección y el edema.
Materiales y métodos
Animales
Este estudio fue aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales y se realizó de acuerdo con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio (Publicación NIH no. 85-23, revisada en 1996).
Se utilizaron doce perros mestizos adultos, libres de signos clínicamente evidentes de enfermedad, para este estudio. Técnicas quirúrgicas Los perros fueron anestesiados con pentobarbital de sodio (30 mg / kg, por vía intravenosa). Después de la intubación endotraqueal, los perros fueron ventilados con aire ambiental suplementado con oxigeno para mantener los gases sanguíneos arteriales normales. Además, la presión arterial se controló mediante un catéter de arteria femoral y se mantuvo dentro de los límites normales durante todo el experimento.
En seis perros, el tórax se abrió por toracracotomía en el cuarto espacio intercostal izquierdo. El conducto torácico se aisló del tejido conectivo y se ligó. Caudal a la ligadura, se insertó un catéter de PE 60 (diámetro interno 0,76 mm, diámetro externo 1,22 mm) en el conducto y se aseguró con una ligadura. La linfa se drenó a presión atmosférica a través de un catéter cuya punta de salida se colocó a 8 cm por debajo del nivel del corazón para compensar la resistencia hidráulica del catéter. La punta de salida del catéter se mantuvo en esta posición para todas las condiciones experimentales. Aproximadamente 60 minutos después de la canulación del conducto torácico, se recolectó la linfa torácica durante 4 minutos antes de LPT, durante 4 minutos de LPT y durante 10 minutos después de la finalización de LPT (después de LPT).
En experimentos separados, se recogió linfa mesentérica. Seis perros adicionales fueron preparados quirúrgicamente para la experimentación forex como se describió anteriormente. Sin embargo, en lugar de abrir el tórax, se realizó una incisión abdominal en la línea media para exponer un gran conducto linfático mesentérico. Este conducto se aisló, se ligó y se insertó un catéter PE 60 en el conducto y se aseguró con una ligadura. El catéter se exteriorizó a través de la incisión abdominal, que luego se cerró con una sutura de seda 2-0. Aproximadamente 60 minutos después de la canulación del conducto linfático mesentérico, se recolectaron muestras de linfa mesentérica y se midió el flujo linfático como se describió anteriormente para TDL.
Técnica de bombeo linfático
Los perros anestesiados se colocaron en posición recostada lateralmente. Para realizar LPT abdominal, el operador contactó el abdomen del animal con las manos colocadas bilateralmente debajo de la unión costo-diafragmática.
La presión ejerció presión medial y craneal para comprimir el abdomen hasta que se encontró una resistencia significativa, y luego se liberó la presión. Las compresiones abdominales se administraron a una tasa de aproximadamente 1 / para un total de 4 minutos de LPT.
Mediciones de TDL y MDL
Se usó un ensayo multiplex disponible comercialmente (Millipore, Billerica, MA, EE. UU.) Para determinar el concentraciones de citoquinas y quimiocinas en TDL y MDL. Específicamente, se midieron las citoquinas IL-2, IL-4, IL-6, IL-10, IFNg y TNFa, y las quimiocinas MCP-1 y KC. Se utilizó una gama de estándares, provistos con el ensayo multiplex, y el ensayo se analizó utilizando el sistema Luminexw 200 con la interfaz de software xPONENT (Millipore). Las concentraciones mínimas detectables para IL-2, IL-4, IL-6, IL-8, IL-10, IFNg, TNFa, MCP-1 y KC fueron 6.4, 28.8, 12.1, 20.3, 1.6, 4.4, 0.4, 8.6 y 1,6 pg / ml, respectivamente. Para calcular el flujo de citoquinas / quimiocinas en TDL y MDL, la concentración respectiva se multiplicó por el flujo linfático durante cada minuto para cada condición, y se promediaron estos valores. Las concentraciones linfáticas torácicas de SOD (Cayman Chemicals, Ann Arbor, MI, EE. UU.) Y NT (Molecular Probes, Inc, Eugene, OR, EE. UU.) Se midieron utilizando kits disponibles comercialmente. El ensayo de SOD mide las tres formas de SOD utilizando una sal de tetrazolio para la detección de radicales xantina oxidasa y superóxido derivados de hipoxantina. Una unidad de SOD se define como la cantidad de enzima necesaria para causar una dismutación del 50% del radical superóxido. La concentración mínima detectable de SOD para este ensayo es 0.025 U / mL. El NO reacciona con el superóxido para formar peroxinitrito.14 Posteriormente, el peroxinitrato reacciona con las proteínas, lo que resulta en un NT medible. La concentración mínima detectable para NT de este ensayo es 2 nmol / L SOD y NT se midió solo en TDL, ya que las muestras de MDL no fueron suficientes tanto para estas mediciones como para los ensayos Luminex. Para calcular el flujo de SOD o NT en TDL, la concentración respectiva se multiplicó por el flujo linfático durante cada minuto para cada condición, y estos valores se promediaron.
Análisis estadístico
Los datos se presentan como medias aritméticas + error estándar (SE). Los valores de varios animales en los puntos de tiempo respectivos se promediaron y se muestran en tablas o en gráficos. Para la evaluación estadística, los datos se sometieron a análisis de varianza de medidas repetidas o análisis de varianza seguido de una prueba de comparaciones múltiples de Student-Newman-Keuls. Los análisis se realizaron con GraphPad Prism versión 5.0 para Windows (GraphPad Software, San Diego, CA, EE. UU.). Las diferencias entre los valores medios con al menos P 0.05 se consideraron estadísticamente significativas.
Resultados
LPT aumentó el flujo intestinal y TDL
Similar a nuestros informes anteriores, 10,11 LPT mejoró el flujo de TDL y MDL. LPT aumentó el flujo de TDL de 0.90+ 0.19mL / min durante pre-LPT a 5.65 + 0.93mL / min (P, 0.001) y el flujo posteriormente disminuyó a 2.07+ 0.28mL / min durante post-LPT (P, 0.01). LPT también aumentó el flujo de MDL de 0.30 + 0.03mL / min durante pre-LPT a 2.71 + 1.01mL / min (P, 0.05) y el flujo posteriormente disminuyó a 0.32 + 0.25mL / min durante post-LPT (P, 0.05).
LPT aumentó las concentraciones de MCP-1 en TDL
Las concentraciones de citoquinas y quimiocinas en TDL y en MDL se informan en la Tabla 1. Mientras que las concentraciones de citoquinas y quimiocinas en TDL y MDL tendieron a aumentar durante LPT en comparación con pre y post-LPT, el único aumento estadísticamente significativo detectado fue MCP-1 en TDL (P, 0.05). Sin embargo, durante LPT, se detectaron diferencias entre MDL y TDL en las concentraciones de IL-8 y MCP-1. Específicamente, la concentración de IL-8 fue mayor durante LPT en MDL (126%; P, 0.05) en comparación con TDL. De interés, la concentración de MCP-1 fue mayor en MDL en comparación con TDL en todas las muestras (Tabla 1). Específicamente, MCP-1 fue mayor en pre-LPT (435%; P, 0.01), durante LPT (200%; P, 0.01) y post-LPT (214%; P, 0.01) en comparación con el respectivo TDL MCP-1 concentraciones
LPT aumentó el flujo de citoquinas y quimiocinas linfáticas.
El efecto de LPT sobre el flujo de citoquinas y quimiocinas en TDL se muestra en la Figura 1. LPT aumentó significativamente el flujo de TDL de IL-6 (615%; P, 0.05), IL-8 (944%; P, 0.001), IL-10 (917%; P, 0.001), MCP-1 (1505%; P, 0.01) y KC (788%; P, 0.001) en comparación con pre-LPT. Además, estas concentraciones disminuyeron después de LPT en un 79% en IL-6 (P, 0.05), 55% en IL-8 (P, 0.01), 53% en IL-10 (P, 0.01), 74% en MCP- 1 (P, 0.05) y 57% en KC (P, 0.001). El efecto de LPT sobre el flujo de citoquinas y quimiocinas en MDL se muestra en la Figura 2. LPT aumentó significativamente el flujo de MDL de IL-6 (394%; P, 0.05), IL-8 (741%; P, 0.001), IL -10 (556%; P, 0.05), MCP-1 (651%; P, 0.01) y KC (496%; P, 0.001).
Como se ve en TDL, el flujo de citoquinas y quimiocinas en MDL disminuyó después de LPT. De LPT a post-LPT, IL-6 disminuyó en un 67% (P, 0.05), IL-8 en un 82% (P, 0.001), IL-10 en un 86% (P, 0.05), MCP-1 en un 86% (P, 0.01) y KC en 83% (P, 0.001). Las citoquinas IL-2, IL-4, IFNg y TNFa no fueron detectables en TDL o MDL en ninguno de los puntos temporales.
LPT aumentó el flujo de ROS y RNS en TDL
El efecto de LPT sobre el flujo de SOD en TDL se muestra en la Figura 3 y el efecto correspondiente en NT se muestra en la Figura 4. Aunque LPT no aumentó significativamente las concentraciones de SOD y NT en TDL (Tabla 1), LPT aumentó el flujo de SOD 367% en TDL de 0.15 + 0.07 U / min pre-LPT a 0.7 + 0.1U / min durante LPT (P, 0.01). Después del LPT, el flujo de SOD disminuyó 64% a 0.25 + 0.08 U / min (P, 0.01; Figura 3). LPT aumentó el flujo de NT en TDL, 373% de 5.8 + mmol / L / minpre-LPT a 27.4 + 10.9 mmol / L / min durante LPT (P, 0.05). Después del LPT, el flujo de NT disminuyó 84% a 4.4 + 1.6 mmol / L / min (P, 0.05; Figura 4).
El flujo de IL-6 fue mayor en TDL que en MDL durante LPT
El flujo de citoquinas y quimiocinas en TDL y en MDL durante LPT se compara en la Figura 5. Durante LPT, el flujo de IL-6 en TDL aumentó 318% más que el flujo en MDL ( P, 0,01).
Discusión
Este estudio es el primero en reportar los efectos de LPT en la concentración y flujo de mediadores inflamatorios en el sistema linfático. LPT no aumentó significativamente las concentraciones de citoquinas, quimiocinas, ROS o RNS en la linfa, con la excepción de MCP-1; sin embargo, la LPT aumentó el flujo linfático, lo que aumentó significativamente el flujo de estos mediadores inflamatorios del tejido a la sangre a través del sistema linfático. Específicamente, LPT aumentó el flujo de IL-6, IL-8, IL-10, MCP-1 y KC en la linfa torácica y mesentérica. Si bien no se midió a través de RNSinMDL, LPT aumentó significativamente el flujo de SOD y NT en TDL.
En conjunto, estos resultados sugieren que al aumentar el flujo linfático, la LPT aumenta la movilización de mediadores inflamatorios en la circulación linfática para su transporte a la circulación sanguínea. Las citoquinas, quimiocinas, ROS y RNS se generan durante la respuesta inmune innata a los patógenos. Durante la infección, las citoquinas IL-6, IL-8, MCP-1 y KC inducen inflamación al reclutar y activar leucocitos, mientras que IL-10 regula la respuesta inflamatoria.7,8,15–17 Durante la inflamación aguda, las citoquinas inflamatorias estimulan la inflamación. formación de edema al acumularse en el líquido intersticial, lo que inicialmente disminuye la presión del líquido intersticial, preparando el escenario para el flujo de proteínas y fluido plasmático18,19. Por lo tanto, LPT puede suprimir el edema movilizando mediadores inflamatorios fuera del líquido intersticial hacia el linfático circulación, así como aumentar directamente el fl ujo linfático y eliminar el exceso de fl uido intersticial2,12. LPT se usa para tratar infecciones, 4–6,20,21, pero los mecanismos por los cuales LPT protege contra enfermedades infecciosas no están claros. La LPT puede mejorar la protección contra la infección al aumentar los mediadores inflamatorios derivados del mesenterio en circulación, permitiendo la redistribución de estos mediadores a otros tejidos. En apoyo de esta noción, se ha demostrado que la linfa redistribuye las citoquinas y quimiocinas derivadas del mesenterio a órganos distantes22–25.
Además, se ha demostrado in vitro que la linfa mesentérica puede activar neutrófilos y aumentar la permeabilidad de las células endoteliales.26 No es sorprendente, que LPT mejoraría esta redistribución y potencialmente mejoraría la función inmune. Anteriormente, informamos que LPT libera leucocitos de los ganglios linfáticos mesentéricos en TDL y mejora el flujo de leucocitos en MDL y TDL.10 Después de la exposición a microorganismos, fagocitos, como macrófagos y neutrófilos, libera ROS y RNS que son bactericidas.7 Por lo tanto, al mejorar el El flujo linfático de leucocitos, citoquinas, quimiocinas, ROS y RNS, LPT puede facilitar la eliminación de la infección mediada por células. Se ha planteado la hipótesis de que después de una lesión tisular, el flujo linfático aumenta rápidamente y proporciona la señal más temprana en el sistema linfático para inducir la respuesta inflamatoria.27 Se ha documentado que el linfedema deteriora el tráfico de células inmunes y aumenta la susceptibilidad a la infección.28 Recientemente, se demostró que el flujo transmural a través de los endotelios linfáticos regula las funciones de transporte de células y fluidos del endotelio linfático.29 Específicamente, el flujo transmural aumentó la secreción de ligando de quimiocinas, la migración de células dendríticas in fl uidas a los vasos linfáticos, la permeabilidad de los vasos y los vasos de adhesión de células reguladas al alza en los vasos linfáticos. El aumento resultante en el esfuerzo cortante induce la expresión de óxido nítrico endotelial en las células endoteliales linfáticas humanas; 30 el flujo linfático elevado provoca la liberación de óxido nítrico endógeno de las células endoteliales linfáticas.31,32 Por lo tanto, además de liberar leucocitos en la circulación linfática, al mejorar el flujo linfático y la liberación de NT a la linfa, la LPT puede indicar al sistema linfático que aumente el tráfico de células inmunes. También comparamos la composición de citoquinas linfáticas y quimiocinas entre linfa torácica y mesentérica. El conducto torácico es un vaso grande y transporta la linfa drenada de los órganos viscerales abdominales (principalmente el hígado y los intestinos), la piel y el músculo esquelético.7,8,33 Encontramos que las concentraciones de citoquinas y quimiocinas eran más altas en MDL (Tabla 1) , lo que es consistente con el informe anterior de que la mayor parte de la linfa y las proteínas en el conducto torácico se derivan de la linfa mesentérica.34 Este resultado sugiere que, en comparación con la linfa mesentérica, la linfa derivada del hígado y otros tejidos contiene bajas concentraciones de mediadores inflamatorios, y diluye así las citoquinas derivadas de mesenterio en TDL.
Es importante tener en cuenta que estos eran animales sanos; por lo tanto, durante infección o inflamación, las concentraciones de mediadores inflamatorios en TDL y MDL pueden variar.
En conclusión, hemos demostrado que LPT aumentó transitoriamente el flujo de quimiocinas, citoquinas y especies reactivas de oxígeno y nitrógeno en la linfa. Estos hallazgos son consistentes con nuestros informes anteriores, que demostraron que la LPT aumenta transitoriamente las concentraciones de leucocitos y el flujo linfático torácico y mesentérico.
Este estudio se realizó en animales sanos, y el efecto de LPT sobre la liberación linfática de leucocitos y mediadores inflamatorios puede intensificarse o alterarse durante la infección. Nuestros estudios apoyan la hipótesis de que LPT puede mejorar la respuesta inmune al mejorar la liberación de leucocitos y mediadores inflamatorios en la circulación linfática.
Contribuciones de los autores:
AS realizó la cirugía, instrumentación animal, análisis estadístico e interpretación de datos, proporcionó el LPT y preparó el manuscrito. HFD participó en el diseño del estudio, la interpretación de los datos y la preparación del manuscrito. LMH diseñó y proporcionó la supervisión para el estudio. Además, revisó e interpretó los datos y participó en la preparación del manuscrito.
AGRADECIMIENTOS
Este estudio fue financiado por subvenciones de los Institutos Nacionales de Salud, subvenciones R01 AT004361 (LMH) y U19 AT002023 (HFD).
Los autores agradecen a la Osteopathic Heritage Foundation por su continuo apoyo a la Cátedra de Investigación de Ciencias Básicas (LMH). Los autores también desean agradecer a Arthur Williams Jr y Linda Howard por su asistencia en la cirugía animal, y a Jamie Huff y Xin Zhang por su ayuda en la preparación de ensayos inmunosorbentes ligados a enzimas y ensayos multiplex.
REFERENCIAS
1 Kuchera WA, Kuchera ML. Osteopathic Principles in Practice. Columbus: Greyden Press, 1994
2 Knott EM, Tune JD, Stoll ST, Downey HF. Increased lymphatic flow in the thoracic duct during manipulative intervention. J Am Osteopath Assoc 2005;105:447–56
3 Kuchera ML. Lymphatics approach. In: Foundations of Osteopathic Medicine. Philadelphia: Lippincott Williams and Wilkins, 2011: 786–808
4 Jackson KM, Steele TF, Dugan EP, Kukulka G, Blue W, Roberts A. Effect of lymphatic and splenic pump techniques on the antibody response to hepatitis B vaccine: a pilot study. J Am Osteopath Assoc 1998;98:155–60
5 MeaselJWJr.Theeffectofthelymphaticpumpontheimmuneresponse: I. Preliminary studies on the antibody response to pneumococcal polysaccharide assayed by bacterial agglutination and passive hemagglutination. J Am Osteopath Assoc 1982;82:28–31
6 Noll DR, Degenhardt BF, Morley TF, Blais FX, Hortos KA, Hensel K, Johnson JC, Pasta DJ, Stoll ST. Efficacyof osteopathic manipulation as an adjunctive treatment for hospitalized patients with pneumonia: a randomized controlled trial. Osteopath Med Prim Care 2010;4:2
7 Murphy K, Travers P, Walport M. Janeway’s Immunobiology. New York: Garland Science, 2008
8 Parham P. The Immune System. New York: Garland Science, 2009
9 Downey HF, Durgam P, Williams AG Jr, Rajmane A, King HH, Stoll ST. Lymph flow in the thoracic duct of conscious dogs during lymphatic pump treatment, exercise, and expansion of extracellular fluid volume. Lymphat Res Biol 2008;6:3–13
10 Hodge LM, Bearden MK, Schander A, Huff JB, Williams A Jr, King HH, Downey HF. Lymphatic pump treatment mobilizes leukocytes from the gut associated lymphoid tissue into lymph. Lymphat Res Biol 2010;8:103–10
11 Hodge LM, King HH, Williams AG Jr, Reder SJ, Belavadi T, Simecka JW, Stoll ST, Downey HF. Abdominal lymphatic pump treatment increases leukocyte count and flux in thoracic duct lymph. Lymphat Res Biol 2007;5:127–33
12 Prajapati P, Shah P, King HH, Williams AG Jr, Desai P, Downey HF. Lymphatic pump treatment increases thoracic duct lymph flow in conscious dogs with edema due to constriction of the inferior vena cava. Lymphat Res Bio 2010;8:149–54
13 Huff JB, Schander A, Downey HF, Hodge LM. Lymphatic pump treatment augments lymphatic flux of lymphocytes in rats. Lymphat Res Biol 2010;8:183–7
14 Ferrer-Sueta G, Radi R. Chemical biology of peroxynitrite: kinetics, diffusion, and radicals. ACS Chem Biol 2009;4:161–77
15 Williams MA, Cave CM, Quaid G, Solomkin JS. Chemokine regulation of neutrophil function in surgical inflammation. Arch Surg 1999;134:1360–6
16 DeLong WG Jr, Born CT. Cytokines in patients with polytrauma. Clin Orthop Relat Res 2004;422:57–65
17 Donnelly SC, Strieter RM, Kunkel SL, Walz A, Robertson CR, Carter DC, Grant IS, Pollok AJ, Haslett C. Interleukin-8 and development of adult respiratory distress syndrome in at-risk patient groups. Lancet 1993;341:643–7
18 Nedrebo T, Berg A, Reed RK. Effect of tumor necrosis factor-alpha, IL-1beta, and IL-6 on interstitial fluid pressure in rat skin. Am J Physiol 1999;277:H1857–62
19 NedreboT,ReedRK,BergA.Effectofalpha-trinositoloninterstitialfluid pressure, edema generation, and albumin extravasation after ischemia– reperfusion injury in rat hind limb. Shock 2003;20:149–53
20 Cressman DE, Greenbaum LE, DeAngelis RA, Ciliberto G, Furth EE, Poli V, Taub R. Liver failure and defective hepatocyte regeneration in interleukin-6-deficient mice. Science 1996;274:1379–83
21 Noll DR, Degenhardt BF, Stuart MK, Werden S, McGovern RJ, Johnson JC. The effect of osteopathic manipulative treatment on immune response to the influenza vaccine in nursing homes residents: a pilot study. Altern Ther Health Med 2004;10:74–6
22 Cavriani G, Domingos HV, Soares AL, Trezena AG, Ligeiro-Oliveira AP, Oliveira-Filho RM, Sudo-Hayashi LS, Tavares de Lima W. Lymphatic system as a path underlying the spread of lung and gut injury after intestinal ischemia/reperfusion in rats. Shock 2005;23:330–6
23 Davidson MT, Deitch EA, Lu Q, Osband A, Feketeova E, Ne ´meth ZH, Hasko ´ G, Xu DZ. A studyof the biologic activity of trauma-hemorrhagic shock mesenteric lymph over time and the relative role of cytokines. Surgery 2004;136:32–41
24 Deitch EA. Role of the gut lymphatic system in multiple organ failure. Curr Opin Crit Care 2001;7:92–8
25 Cavriani G, Domingos HV, Oliveira-Filho RM, Sudo-Hayashi LS, Vargaftig BB, de Lima WT. Lymphatic thoracic duct ligation modulates the serum levels of IL-1beta and IL-10 after intestinal ischemia/ reperfusion in rats with the involvement of tumor necrosis factor alpha and nitric oxide. Shock 2007;27:209–13
26 Deitch EA, Adams CA, Lu Q, Xu DZ. Mesenteric lymph from rats subjected to trauma-hemorrhagic shock are injurious to rat pulmonary microvascular endothelial cells as well as human umbilical vein endothelial cells. Shock 2001;16:290–3
27 Huggenberger R, Siddiqui SS, Brander D, Ullmann S, Zimmermann K, Antsiferova M, Werner S, Alitalo K, Detmar M. An important role of lymphatic vessel activation in limiting acute inflammation. Blood 2011;117:4667–78
28 Wang Y, Oliver G. Current views on the function of the lymphatic vasculature in health and disease. Genes Dev 2010;24:2115–26
29 Miteva DO,RutkowskiJM,Dixon JB,KilarskiW,Shields JD,Swartz MA. Transmural flow modulates cell and fluid transport functions of lymphatic endothelium. Circ Res 2010;106:920–31
30 Kawai Y, Yokoyama Y, Kaidoh M, Ohhashi T. Shear stress-induced ATP-mediated endothelial constitutive nitric oxide synthase expression in human lymphatic endothelial cells. Am J Physiol Cell Physiol 2010;298:C647–55
31 Gashev AA, Davis MJ, Zawieja DC. Inhibition of the active lymph pump by flow in rat mesenteric lymphatics and thoracic duct. J Physiol 2002;540:1023–37
32 Tsunemoto H, Ikomi F, Ohhashi T. Flow-mediated release of nitric oxide from lymphatic endothelial cells of pressurized canine thoracic duct. Jpn J Physiol 2003;53:157–63
33 Pinto PS, Sirlin CB, Andrade-Barreto OA, Brown MA, Mindelzun RE, Mattrey RF. Cisterna chyli at routine abdominal MR imaging: a normal anatomic structure in the retrocrural space. Radiographics 2004;24:809–17
34 Shannon AD, Lascelles AK. The intestinal and hepatic contributions to the flow and composition of thoracic duct lymph in young milk-fed calves. Q J Exp Physiol Cogn Med Sci 1968;53:194–205
